摘要

脂多糖（lipopolysaccharide, LPS）是革兰阴性菌细胞壁外膜的主要成分，具有强效的免疫激活特性，能够通过刺激单核细胞、巨噬细胞、内皮细胞及上皮细胞等多种宿主细胞，触发细胞内信号转导通路，诱导大量炎症因子的产生与释放，从而引发炎症反应。LPS诱导的细胞炎症模型在炎症性疾病机制研究和抗炎药物筛选领域应用广泛。本文系统综述了LPS体外炎症模型的构建原理、常用细胞系、实验参数优化策略、鉴定评估方法及其在生物医学研究中的应用，并探讨了该模型的局限性及未来发展方向，以期为相关领域研究者提供方法学参考。

**关键词**：脂多糖；体外细胞模型；炎症；巨噬细胞；RAW264.7细胞

一、引言

炎症是机体对感染、组织损伤或有害刺激所产生的一种复杂而精细的防御性生理反应，旨在清除病原体、移除损伤组织并启动修复过程。然而，当炎症反应持续失衡或过度激活时，则可能演变为病理状态，参与多种严重疾病的发生与发展，包括感染性休克、类风湿关节炎、炎症性肠病、动脉粥样硬化、慢性阻塞性肺疾病乃至神经退行性疾病如阿尔茨海默病和帕金森病等。在这一背景下，建立可靠、可控且符合伦理规范的炎症研究模型，成为阐明炎症机制和开发抗炎药物的核心前提。

脂多糖作为一种独特的病理相关分子模式，被公认为炎症反应的经典诱导剂，在炎症模型构建中具有不可替代的地位。相较于动物水平的整体模型，体外细胞模型具有操作简便、成本可控、条件均一、高通量适用以及便于分子机制研究的突出优势。LPS能够直接作用于多种体外培养的细胞类型，通过激活Toll样受体4（TLR4）介导的信号通路，模拟体内炎症反应的关键环节。

近年来，LPS诱导的体外细胞炎症模型在实验方案优化、细胞类型拓展和多维度评估等方面取得了显著进展。本文将从模型建立的分子基础、参数优化、常用细胞系、鉴定方法及应用等方面进行系统梳理，为相关研究提供参考。

二、LPS诱导炎症的分子基础

LPS的炎症诱导作用主要源于其与宿主先天性免疫系统的特异性识别机制。LPS通过与细胞膜上的TLR4受体及其共受体（包括CD14和MD-2）相结合，启动复杂而精密的细胞内信号转导，最终触发炎症相关基因的表达。

具体而言，当LPS与TLR4/MD-2复合物结合后，TLR4的胞内TIR结构域发生二聚化，进而招募接头蛋白MyD88和Mal，启动MyD88依赖性信号通路。该通路通过一系列激酶级联反应激活转录因子NF-κB和AP-1，促使IL-1β、TNF-α、IL-6及IL-8等促炎细胞因子的快速表达。此外，TLR4还可通过TRIF接头蛋白启动MyD88非依赖性信号通路，激活IRF3转录因子，诱导I型干扰素的产生。两条信号通路的协同作用，确保了机体对革兰阴性菌感染的迅速、全面应答。然而，该信号系统的过度或持续激活也正是炎症相关疾病发生的重要分子基础。

三、体外细胞模型的构建与优化

1. 常用细胞系

目前，多种细胞系已成功用于LPS诱导的体外炎症模型构建。**RAW264.7**细胞是小鼠巨噬细胞系，因其对LPS刺激敏感、增殖能力强且易于培养，成为最广泛应用的细胞模型之一。LPS刺激后，RAW264.7细胞可大量分泌TNF-α、IL-6、NO等炎症介质，已被用于抗炎药物筛选和炎症机制研究。

**THP-1**细胞是人单核细胞系，在PMA诱导后可分化为巨噬细胞样细胞，适用于人的炎症反应和免疫调节研究。LPS刺激THP-1细胞后，上清中IL-6水平可从对照组的（15.2±4.8）pg/mL显著升高至（285.4±32.7）pg/mL。

此外，**BV-2**小胶质细胞被广泛用于神经炎症研究，当以1 μg/mL LPS刺激时，可表现出显著的炎症因子分泌和炎症小体活化。**A549**人肺上皮细胞常用于肺损伤和慢性阻塞性肺疾病研究。**Caco-2**细胞则作为肠上皮屏障模型，用于肠道炎症研究。**HAECs**人主动脉内皮细胞在100 μg/mL LPS处理24 h后，细胞活力降低且炎症指数升高，可用于血管炎症研究。

在成纤维细胞研究中，兔滑膜成纤维细胞FLS在1 μg/mL LPS刺激3 h后即可成功建立炎症模型。WI-38人胚肺成纤维细胞则被用于LPS诱导的成纤维细胞炎症反应和分化研究。

此外，随着细胞模型技术的发展，一些更为复杂的新颖模型也逐渐得到应用。例如，有研究者初步构建了小鼠小肠类器官培养体系，不同时间和质量浓度的LPS作用小肠类器官后，IL-10水平降低，成功诱导了体外肠道炎症损伤模型。Raw264.7巨噬细胞与Caco-2细胞的共培养体系也被用于模拟溃疡性结肠炎的炎症微环境。

2. LPS来源、剂量与处理时间

LPS的**来源**对炎症反应强度有显著影响。不同种属细菌来源的LPS，其生物活性存在差异——研究显示，不同来源的LPS、不同给药方式及不同剂量均会影响其效应。例如，来自肠道共生菌的LPS可能具有免疫调节而非纯粹的促炎活性。在体外细胞模型中，最常用的LPS来源是大肠杆菌O111:B4株，因其生物活性稳定、批间差异小而被广泛采用。

在炎症模型的建立中，确定合适的LPS剂量和处理时间是至关重要的。**剂量**过低可能不足以诱导显著炎症反应，而剂量过高则可能导致细胞活力过度下降甚至细胞死亡，影响后续检测。

- 在**RAW264.7巨噬细胞**中，常用LPS浓度范围为0.1~10 μg/mL。

- 在**A549细胞**中，LPS诱导后细胞活力降低，同时IL-1β、IL-6和TNF-α分泌升高。

- 在**THP-1细胞**中，100 ng/mL LPS刺激24 h即可引起显著的IL-6升高。

- 在**HAECs人主动脉内皮细胞**模型中，LPS处理6 h内细胞活力甚至呈现短暂的升高趋势；但随着LPS浓度升高至50~100 μg/mL处理24 h后，细胞活力显著下降，与正常对照组相比差异极显著(P<0.01)。>

- 在**兔滑膜成纤维细胞FLS**中，1 μg/mL LPS刺激3 h即可成功建立炎症模型。

**处理时间**的优化同样不可忽视。LPS刺激后，炎症因子的表达呈现典型的动力学特征，不同炎症因子出现峰值的时间不同。因此，研究者需要根据检测的目标因子选择合适的处理时间。

3. 模型建立的关键参数与注意事项

LPS体外炎症模型的成功构建需注意多个关键参数。首先，**细胞状态**对实验结果具有重要影响，应使用处于对数生长期的细胞进行实验，确保细胞活力≥95%。其次，**LPS配制与储存**尤为关键。将LPS粉末以无菌PBS或培养基配制成1 mg/mL储备液，通常分装于-20℃保存，应**避免反复冻融**，因为LPS在内毒素的聚集体形式时活性更强，反复冻融可能破坏其超分子结构，导致批间差异。与此同时，同一次实验中应使用同一批次的LPS以确保结果的可比性。此外，**避免局部高浓度**是实验操作中的一项重要细节，在将LPS加入细胞孔时应沿孔壁缓慢加入并轻柔混匀，局部高浓度可能对细胞造成急性毒性作用。最后，建议在正式实验前通过**预实验**对LPS剂量和处理时间进行梯度摸索，以确定既能诱导显著炎症反应又不导致过度细胞死亡的最优条件，通常以下调剂量、缩短暴露时间、通过预实验找到在细胞活力可接受范围内能使炎症因子适度升高的条件为原则。

四、模型的鉴定与评估方法

1. 细胞活力检测

细胞活力检测是衡量LPS处理是否在可接受范围内引起细胞损伤的重要指标。CCK-8法是当前最常用的细胞活力检测手段，其原理基于活细胞线粒体脱氢酶将WST-8还原为橙黄色甲臜产物，产物生成量与活细胞数量成正比。通常，在LPS处理12 h或24 h后，向每孔加入约10 μL CCK-8试剂，继续孵育1~4 h后在450 nm波长处读取吸光度值。为确保模型构建成功，LPS处理后的细胞活力通常不应低于70%~80%，否则炎症因子的升高可能部分来源于细胞死亡所致的非特异性释放。例如，在HAECs细胞中观察到不同浓度LPS处理后的细胞活力先升高后降低的变化趋势，因此需要结合细胞活力的动态变化来选择合适的处理条件。

2. 炎症因子表达检测

炎症因子的表达水平是评估LPS诱导炎症模型成功与否的核心指标。**ELISA法**可定量检测细胞培养上清液中分泌的炎症因子蛋白浓度。在LPS刺激后收集细胞上清，通过双抗体夹心ELISA法可检测TNF-α、IL-6、IL-1β、IL-8等多种炎症因子的分泌水平。**qRT-PCR法**可检测细胞内炎症因子基因的转录水平，通常以GAPDH或β-actin为内参基因，采用ΔΔCt法进行相对定量分析。

在LPS诱导的细胞模型中，经典的炎症因子升高模式包括TNF-α、IL-6和IL-1β的显著上调。**一氧化氮（NO）** 的检测也是巨噬细胞炎症模型的重要评估指标，通常采用Griess法检测细胞培养上清中的亚硝酸盐含量来间接反映NO生成量。

3. 信号通路蛋白分析

炎症信号通路的激活是LPS发挥作用的核心分子事件，因此信号通路蛋白的检测对于理解炎症机制和评价干预效果具有重要价值。**Western blot法**可检测细胞裂解物中TLR4/NF-κB通路关键蛋白的表达及磷酸化水平，如IκBα、p65、p38、JNK、ERK等的磷酸化状态。研究发现，LPS刺激后NF-κB信号通路的激活表现为IκBα的降解和p65磷酸化及核转位。**免疫荧光法**可用于观察NF-κB p65的核转位过程——在LPS刺激后，p65从细胞质转位至细胞核内，是NF-κB通路激活的直观证据。此外，近年来NLRP3炎症小体的活化也是LPS诱导炎症模型中的重要研究热点，可通过检测caspase-1剪切、IL-1β和IL-18成熟分泌等指标进行评估。

4. 细胞形态学观察

LPS刺激可诱导细胞形态的明显改变，是快速直观的模型验证手段。在巨噬细胞中，LPS刺激可诱导细胞从圆形向不规则形、伪足延展的活化形态转变，细胞表现出更加铺展的形态，吞噬活性增强。在BV-2小胶质细胞中，LPS刺激后同样可观察到细胞形态向活化状态的转变。形态学观察通常结合倒置显微镜进行，根据细胞形态的变化可初步判断炎症模型的成功建立。

五、应用与展望

LPS诱导的体外炎症模型在生物医学研究中具有广泛的应用价值。在**抗炎药物筛选中**，研究者以细胞上清液中炎症因子分泌水平为指标，优化LPS诱导浓度、时间及阳性药地塞米松孵育时间，考察异喹啉类生物碱等候选化合物的抗炎活性。在**机制研究中**，该模型可用于探索LPS诱导炎症反应的分子通路。例如，在猪肺泡巨噬细胞中研究发现，Notch信号通路可以与TLR信号通路相互作用，协同调控炎性因子的产生以及巨噬细胞的激活。此外，该模型还可用于评价生物材料、医用敷料等对炎症反应的抑制能力与免疫调控效果。

随着研究的深入，LPS体外炎症模型也在不断向更复杂、更仿生的方向发展。基于类器官的LPS炎症模型、多种细胞共培养体系以及微流控芯片上的器官芯片模型，将进一步提升体外模型对体内生理条件的模拟能力。此外，不同来源LPS在生物活性上的差异——某些“优良”LPS甚至表现出免疫调节而非促炎作用——为模型的设计和药物评价提供了新的思考维度，提示研究者应根据研究目的合理选择LPS来源和构建策略。高灵敏度检测技术（如超敏ELISA、多重细胞因子检测）的发展，也将使模型评估更加精细和多维度。可以预见，LPS诱导的体外炎症模型仍将是炎症研究领域不可或缺的基础工具，并将随着技术革新而不断演进和完善。

参考文献

[1] Application of lipopolysaccharide in establishing inflammatory models. International Journal of Biological Macromolecules, 2024.

[2] Wang C, Ge F, Ge F, et al. Harnessing stem cell therapeutics in LPS-induced animal models: mechanisms, efficacies, and future directions. Stem Cell Research & Therapy, 2025, 16: 176.

[3] Establishment of a model of LPS-induced inflammatory injury in human aortic endothelial cells. Biomedicine & Pharmacotherapy, 2024.

[4] LPS-Induced Cellular Inflammation Model: Experimental Procedure. 阿拉丁生物试剂技术资料, 2025.

[5] LPS诱导THP‑1单核细胞炎症模型中IL‑6释放的高灵敏度ELISA定量分析. 安元生物科技, 2026.

[6] 细胞实验怎么选？4大经典细胞模型+场景适配选型指南. 科学指南针, 2026.

[7] 朝天罐总酚对LPS诱导RAW264.7巨噬细胞炎症反应的抑制作用. 广西医科大学学报, 2022.

[8] In vitro models of oxidative stress, mitochondrial dysfunction, and inflammation for evaluation of neuroprotective biomaterials. RSC, 2026.

[9] LncRNA HOTAIR promotes LPS-induced inflammatory responses by activating the NF-κB pathway. 2026.

[10] 过表达NLRC3抑制脂多糖诱导的小胶质细胞BV2炎症反应实验研究. 中国现代医学杂志.

[11] 壮骨健膝方对脂多糖诱导兔滑膜成纤维细胞炎症模型的影响. 福建中医药, 2023.

[12] Leptin reduces LPS-induced A1 reactive astrocyte activation and inflammation via inhibiting p38-MAPK signaling pathway. 2024.